CK27 - Tierras Caprino

nº 27 - pág 29 [tierras CAPRINO 2019 terferón stimulated genes, ISGs) que, a través de diferentes mecanismos interrumpen el ciclo viral. Muchos de estos ISGs se han estudiado en el contexto de los lentivirus como APOBEC3, TRIM5α o SAMHD1 con resultados prometedores. La estrategia c onsiste en identificar las proteínas con una alta actividad antiviral para emplearlas terapéuticamente con niveles de toxicidad mínimos. Sin embargo, el virus es capaz de superar las barreras que supone la activación de la respuesta innata por mecanismos aún desconocidos que podrían incluir la alta variabilidad genética existente en las proteínas que interactúan con los factores de restricción del hospedador, con el fin de escapar de dicha restricción. Entonces, los macrófagos y células dendríticas pueden activar la respuesta adaptativa mediante la presentación antigénica a los linfocitos para la producción de anticuerpos, poco efectivos, y la inducción de respuestas celulares. Sin embargo, el virus consigue también superar esta barrera y causar enfermedad (29-31). Las estrategias de inmunización ensayadas hasta el momento persiguen la inducción de una intensa respuesta celular capaz de limitar la replicación viral o, al menos, la aparición de enfermedad en rebaños infectados. CONCLUSIONES La mejor medida disponible actualmente para el control de los LVPR en el ganado ovino y caprino es el diagnóstico precoz, a través de métodos serológicos, y la toma de medidas de tipo sanitario, como el encalostramiento artificial, reposición a partir de madres seronegativas, separación de los animales infectados y desinfección de los aparatos de ordeño. Sin embargo, ninguno de los tests comerciales detecta la variabilidad que los LVPR muestran en la naturaleza complicando la detección. La combinación de diferentes tests serológicos o la inclusión del diagnóstico molecular pueden ayudar a resolver los inconvenientes del diagnóstico serológico con tests diseñados con un solo genotipo de LVPR. Es importante tener en cuenta el impacto de la infección en los diferentes sistemas de producción de nuestro país para determinar la mejora en la productividad esperada tras la aplicación de medidas de control. BIBLIOGRAFÍA 1. Shah, C. et al. Phylogenetic analysis and reclassification of caprine and ovine lentiviruses based on 104 new isolates: evidence for regular sheepto-goat transmission and worldwide propagation through livestock trade. Virology 319, 12–26 (2004). 2. Minguijón, E. et al. Small ruminant lentivirus infections and diseases. Vet. Microbiol. 181, 75–89 (2015). 3. Michiels, R. et al. Comparative Analysis of Different Serological and Molecular Tests for the Detection of Small Ruminant Lentiviruses (SRLVs) in Belgian Sheep and Goats. mdpi.com 4. Minguijón, E. et al. Small ruminant lentivirus infections and diseases. Vet. Microbiol. 181, 75–89 (2015). 5. Barquero, N., Domenech, A., & Gomez-Lucia, E. Molecular Detection of Animal Viral Pathogens, 167. (2016). 6. Balbin, M. M., Belotindos, L. P., Abes, N. S. & Mingala, C. N. Caprine arthritis encephalitis virus detection in blood by loop-mediated isothermal amplification (LAMP) assay targeting the proviral gag region. Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 79, 37–42 (2014). 7. Viana, G. M. R. et al. Field evaluation of a real time loop-mediated isothermal amplification assay (RealAmp) for malaria diagnosis in Cruzeiro do Sul, Acre, Brazil. PLoS One 13, e0200492 (2018). 8. Tu, P.-A. et al. Development of a recombinase polymerase amplification lateral flow dipstick (RPA-LFD) for the field diagnosis of caprine arthritis-encephalitis virus (CAEV) infection. J. Virol. Methods 243, 98–104 (2017). 9. Pérez, M., Biescas, E., Andrés, X. De, … I. L.-T. V. & 2010, undefined. Visna/maedi virus serology in sheep: Survey, risk factors and implementation of a successful control programme in Aragon (Spain). Elsevier 10. Pérez, M., Muñoz, J., Biescas, E., … E. S.-P. veterinary & 2013, undefined. Successful Visna/maedi control in a highly infected ovine dairy flock using serologic segregation and management strategies. Elsevier 11. Gomez-Lucia, E., Barquero, N. & Domenech, A. Maedi-Visna virus: current perspectives. Vet. Med. Res. Reports Volume 9, 11–21 (2018). 12. White, S. & Knowles, D. Expanding Possibilities for Intervention against Small Ruminant Lentiviruses through Genetic Marker-Assisted Selective Breeding. Viruses 5, 1466–1499 (2013). 13. White, S. N., Mousel, M. R., Reynolds, J. O., Lewis, G. S. & HerrmannHoesing, L. M. Common promoter deletion is associated with 3.9-fold differential transcription of ovine CCR5 and reduced proviral level of ovine progressive pneumonia virus. Anim. Genet. 40, 583–589 (2009). 14. Mikula, I., Pastoreková, S. & Mikula, I. Toll-like receptors in immune response to the viral infections. Acta Virol. 54, 231–45 (2010). 15. Mikula, I. & Mikula, I. Characterization of ovine Toll-like receptor 9 protein coding region, comparative analysis, detection of mutations and maedi visna infection. Dev. Comp. Immunol. 35, 182–92 (2011). 16. White, S. N. et al. Genome-Wide Association Identifies Multiple Genomic Regions Associated with Susceptibility to and Control of Ovine Lentivirus. PLoS One 7, e47829 (2012). 17. Herrmann-Hoesing, L. M., White, S. N., Mousel, M. R., Lewis, G. S. & Knowles, D. P. Ovine progressive pneumonia provirus levels associate with breed and Ovar-DRB1. Immunogenetics 60, 749–758 (2008). 18. Larruskain, A. et al. MHC class II DRB1 gene polymorphism in the pathogenesis of Maedi–Visna and pulmonary adenocarcinoma viral diseases in sheep. Immunogenetics 62, 75–83 (2010). 19. Larruskain, A. et al. Microsatellites in immune-relevant regions and their associations with Maedi-Visna and ovine pulmonary adenocarcinoma viral diseases. Vet. Immunol. Immunopathol. 145, 438–446 (2012). 20. Bowles, D., Carson, A. & Isaac, P. Genetic distinctiveness of the Herdwick sheep breed and two other locally adapted hill breeds of the UK. PLoS One 9, e87823 (2014). 21. Molaee, V., Eltanany, M. & Lühken, G. First survey on association of TMEM154 and CCR5 variants with serological maedi-visna status of sheep in German flocks. Vet. Res. 49, 36 (2018). 22. Leymaster, K. A., Chitko-McKown, C. G., Clawson, M. L., Harhay, G. P. & Heaton, M. P. Effects of TMEM154 haplotypes 1 and 3 on susceptibility to ovine progressive pneumonia virus following natural exposure in sheep1,2,3. J. Anim. Sci. 91, 5114–5121 (2013). 23. Sider, L. H. et al. Small ruminant lentivirus genetic subgroups associate with sheep TMEM154 genotypes. Vet. Res. 44, 64 (2013). 24. Alshanbari, F. A. et al. Mutations in Ovis aries TMEM154 are associated with lower small ruminant lentivirus proviral concentration in one sheep flock. Anim. Genet. 45, 565–71 (2014). 25. Clawson, M. L. et al. Genetic subgroup of small ruminant lentiviruses that infects sheep homozygous for TMEM154 frameshift deletion mutation A4Δ53. Vet. Res. 46, 22 (2015). 26. Larruskain, A. et al. Expression analysis of 13 ovine immune response candidate genes in Visna/Maedi disease progression. Comp. Immunol. Microbiol. Infect. Dis. 36, 405–413 (2013). 27. White, S., Knowles, D., White, S. N. & Knowles, D. P. Expanding Possibilities for Intervention against Small Ruminant Lentiviruses through Genetic Marker-Assisted Selective Breeding. Viruses 5, 1466–1499 (2013). 28. Molaee, V., Eltanany, M. & Lühken, G. First survey on association of TMEM154 and CCR5 variants with serological maedi-visna status of sheep in German flocks. Vet. Res. 49, 36 (2018). 29. Perry, L. L., Wilkerson, M. J., Hullinger, G. A. & Cheevers, W. P. Depressed Cd4+ T Lymphocyte Proliferative Response and Enhanced Antibody Response to Viral Antigen in Chronic Lentivirus-Induced Arthritis. J. Infect. Dis. 171, 328–334 (1995). 30. Pyrah, I. T. G. & Watt, N. J. Immunohistological study of the cutaneous delayed type hypersensitivity reaction in sheep. Vet. Immunol. Immunopathol. 48, 299–312 (1995). 31. Reina, R. et al. Association of CD80 and CD86 Expression Levels with Disease Status of Visna/Maedi Virus Infected Sheep. Viral Immunol. 20, 609–622 (2007). Alerta con el CAEV ✔

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